Preview

Медицинский вестник Юга России

Расширенный поиск

Молекулярные механизмы абсорбции длинноцепочечных жирных кислот в кишечнике

https://doi.org/10.21886/2219-8075-2018-9-3-29-36

Полный текст:

Аннотация

В статье представлены данные о роли находящихся на щеточной каемке энтероцита, липид-связывающих белков в кишечной абсорбции длинноцепочечных жирных кислот и об изменениях липидного обмена, возникающих в результате нарушений процесса абсорбции. Системный поиск литературы проведен по базам данных Scopus, Web of Science, MedLine.

Для цитирования:


Каде А.Х., Трофименко А.И., Поляков П.П., Гусарук Л.Р., Ишевская О.П., Шадже Е.А. Молекулярные механизмы абсорбции длинноцепочечных жирных кислот в кишечнике. Медицинский вестник Юга России. 2018;9(3):29-36. https://doi.org/10.21886/2219-8075-2018-9-3-29-36

For citation:


Kade A.K., Trofimenko A.I., Polyakov P.P., Gusaruk L.R., Ishevskaia O.P., Shadzhe E.A. Molecular mechanisms of long-chain fatty acids absorption. Medical Herald of the South of Russia. 2018;9(3):29-36. (In Russ.) https://doi.org/10.21886/2219-8075-2018-9-3-29-36

Введение

В Западных странах 35-40 % потребляемых ка­лорий приходится на жиры, доля триглицери­дов (ТГ) из них составляет 95 % [1]. Жирные кислоты (ЖК) являются главным метаболическим суб­стратом для образования клетками энергии (9 ккал/г), а также они сами или их дериваты (эйкозаноиды, про- стагландины, изопростаны, лейкотриены и другие) уча­ствуют в дифференцировке и пролиферации клеток, в эндокринной и иммунной регуляции. Из этого следу­ет, что процесс абсорбции длинноцепочечных жирных кислот (ДЖК) является чрезвычайно важным. Избы­точные потребление и всасывание жиров ведут к ожи­рению и развитию инсулинорезистентности [1][2]. Из органов, участвующих в липидном гомеостазе, тонкий кишечник наименее изучен, хотя именно он отвечает за биодоступность жиров и играет ведущую роль в регуля­ции постпрандиальной гипертриглицеридемии за счет продукции хиломикронов (ХМ). Изменения состава и количества XM ведут к замедлению их клиренса, что напрямую повышает атерогенность. Нарушение секре­ции XM после приема пищи также влияет на метабо­лизм других циркулирующих липопротеинов, особенно липопротеинов очень низкой плотности (ЛПОНП) [3]. Более того, клиренс триглицеридов (ТГ) и XM может отражать количественное содержание ЖК в крови, спо­собствующее развитию инсулинорезистентности и сти­муляции секреции ЛПОНП [4][5]. Упомянутые факты объясняют повышенный интерес к роли XM в возник­новении дислипидемии, патогенезе сердечно-сосуди­стых заболеваний и инсулинорезистентности, которые часто ассоциируются с ожирением. Поэтому понимание молекулярных механизмов регуляции абсорбции ДЖК важно для разработки новых подходов в терапии мета­болического синдрома.

Цель обзора — описать роль липид-связываютцих белков (ЛСБ) в тонкокишечной абсорбции ДЖК, вклю­чая молекулярные аспекты данного процесса.

Клеточные и молекулярные механизмы кишечной абсорбции ДЖК

По своей природе ТГ гидрофобны, но в пищевари­тельном тракте они становятся растворимыми под дей­ствием желчных кислот и липаз, превращающих их в две ЖК и моноацилглицерол. В нормальных условиях абсорбция ДЖК происходит преимущественно в тон­кой кишке энтероцитами в верхней части ворсинок [6]. При избыточном потреблении богатой жирами пищи к абсорбции подключаются дистальные отделы тонкой кишки [7]. Кишечная абсорбция ДЖК включает три эта­па: клеточный захват, транспорт, синтез и секрецию ли­попротеинов [8].

Роль липид-связывающих белков в захвате ДЖК энтероцитами

Энтероциты — высокополяризованные клетки, име­ющие микроворсинки на апикальной мембране. Они на­зываются щеточной каемкой (ГЦК), которая значительно увеличивает абсорбционную поверхность тонкого ки­шечника. Микроворсинки и слой покрывающей их слизи образуют уникальный компартмент, имеющий низкую pH, генерируемую H+/Na+ антипортом на ГЦК, необхо­димый для мицеллярной диссоциации и протонизации ДЖК [9]. Протонизация облегчает последующий кле­точный захват, преимущественно путем пассивной диф­фузии [8]. Вышеперечисленное объясняет, почему при прерывистом поступлении жиров эффективна кишечная абсорбция ДЖК. Однако возникает вопрос о роли ЛСБ (FABPpm, FATP4, CD36 и кавеолин-1) в механизмах аб­сорбции ДЖК.

FABPpm

Экспрессия FABPpm выявляется в органах с высоким метаболизмом липидов [10]. FABPpm находится на ГЦК и латеральной мембране энтероцитов [11]. Роль FABPpm в абсорбции ДЖК подтверждается тем, что обработка то­щекишечных эксплантатов антителами против FABPpm, приводит к прекращению захвата ДЖК [12]. Аминокис­лотная последовательность FABPpm оказалась идентич­ной митохондриальной аспартат-аминотрансферазе, которая катализирует реакцию трансаминирования на внутренней мембране митохондрий [13], что отражает другую функцию этого белка — регуляцию цитоплазма­тического и митохондриального NADH/NAD+ соотноше­ния. Данные этих исследований показывают, что двойное расположение FABPpm возможно связано с абсорбцией жирных кислот и редокс-потенциалом митохондрий [14].

FATP4

FATP4 мембранный белок, относящийся к семейству FATP, которое включает пять изоформ у грызунов и шесть изоформ у человека, каждая из которых экспрессируется различными тканями [15], но, главным образом, высоко дифференцированными энтероцитами тощей кишки. Первоначально FATP4 был обнаружен на ГЦК [16], но дальнейшие исследования показали, что он преимуще­ственно локализуется в эндоплазматическом ретикулуме (ЭПР) [17][18]. Исследования, проведенные на изолиро­ванных энтероцитах мышей нокаутных по FATP4, демон­стрируют отсутствие у них слоя слизи и снижение транс­порта ДЖК [16][19]. Однако трехмерная структура FATP4 доказывает, что белок находится на цитоплазматическом участке ГЦК и имеет короткую внеклеточную последова­тельность Ν-концевого участка, не содержащего ДЖК- связывающего домена [20][21]. Эти свойства наряду с вну­триклеточным расположением FATP4 вызывают споры о его роли в качестве транспортера ЖК на апикальной мембране, либо транслоказы в энтероцитах. Последние исследования выявили, что FATP4 имеет эндогенную ацил-КоА синтетазную активность в отношении ДЖК [22], за счет чего поддерживается низкая концентрация ЖК внутри энтероцитов [18][22] Данная функция может объяснить вклад FATP4 в поглощение ДЖК и трансфор­мацию ЖК в активированные промежуточные продук­ты, используемые в ходе метаболизма [23].

Несмотря на это у нокаутных по FATP4 мышей не вы­явлено нарушения всасывания ДЖК и сохраняется набор веса на богатой жирами диете. Только незначительная аккумуляция ТГ, наблюдаемая в энтероцитах FATP4- дефицитных мышей на высокожировой диете [24], пред­полагает, что FATP4 возможно участвует в процессинге ТГ через ацилирование ДЖК [18]. Вклад РАТР4-Ацетил- KoA в активацию всасывания ДЖК в тонкой кишке не­известен, потому что Ацетил-КоА активность не была подтверждена у РАТР4-нокаутных мышей [24]. Однако показано, что FATP4 и длинная цепь 5-ацил-КоА синтетазы - белки с Ацетил-КоА активностью, имеют высо­кую экспрессию в тонком кишечнике [25]. Нокаутные по 5-ацил-КоА синтетазе мыши показывают снижение на 60% скорости активации тонкокишечных ДЖК, но делеция по FATP4 не влияет на их абсорбцию. Таким обра­зом, FATP4 несущественен для липидной абсорбции, но может влиять на синтез и секрецию липопротеинов бога­тых ТГ за счет ацетил-Ко-А активности. В соответствии с этой гипотезой снижение экспрессии FATP4 в кишечнике у мышей [26] и глицин-209-серин полиморфизм FATP4 человека [20] приводят к снижению постпрандиальной гипертриглицеридемии. FATP4 играет ключевую роль в ЖК-индуцированной секреции глюкагоноподобного пептида I (ΓΓΊΓΊ-1) эндокринными клетками кишечника [27]. Это открывает новые перспективы, так как аналоги ΓΓΊΓΊ-1 снижают постпрандиальную гиперлипидемию пу­тем уменьшения всасывания ТГ [28].

CD36

CD36 — многофункциональный гликопротеин, впер­вые обнаруженный в адипоцитах, распространен в ор­ганах с высоким метаболизмом липидов (адипоциты, миоциты). CD36 связывает ионизированные ДЖК со сродством в наномолярном диапазоне концентраций со стехиометрией ЗЖК: 1CD36. CD36 также связывает коллаген, анионные фосфолипиды, окисленные ЛПНП, тромбоспондин-1 и бета-амилоид [29]. Его многофунк­циональность объясняется отношением к группе ска- венджер-рецепторов. В тонком кишечнике грызунов и человека CD36 находится преимущественно на ЩК в верхних двух третях ворсинки энтероцита проксималь­ного участка тонкой кишки [30][32]. Уровень его экспрес­сии положительно коррелирует с количеством жиров в пище [33][34]. В противоположность активному участию CD36 в поглощении ДЖК миоцитами или адипоцитами, данная функция CD36 в кишечнике минимальна.

Делеция CD36 либо незначительно снижает абсорб­цию ДЖК в энтероцитах [36], либо не влияет на неё [37]. Исследования с изолированным участком кишки показа­ли, что нокаутинг CD36 у мышей не влияет на всасывание липидов в кишечнике [38]. Эти данные подтверждаются нормальным уровнем элиминации жиров с фекалиями у СОЗб-нокаутных мышей, за исключением очень ДЖК [36][39][40]. Это объясняется тем, что энтероциты под­вергаются воздействию большого количества жиров в постпрандиальный период и просветный уровень ДЖК может превышать возможности СР)36-абсорбции. При этом слой слизи поддерживает эффективную абсорб­цию ЖК, в результате чего отпадает необходимость в белковом транспортере. Несмотря на несущественную роль CD36 в поглощении ЖК, его делеция значитель­но ухудшает включение ТГ в XM [40][41]. Наряду с ГЦК CD36 присутствует в ЭПР, который формирует боль­шие везикулы, способные транспортировать пре-ХМ из ЭПР (прехиломикрон-транспортные везикулы - ПХТВ). Хотя точная функция CD36 на данном этапе не ясна, его вклад неоспорим, так как образование ПХТВ блокирова­но у СОЗб-нокаутных мышей [42]. Таким образом, CD36 является ключевым элементом в механизме абсорбции ДЖК через активацию образования ХМ, но при этом он не самый эффективный транспортер ДЖК. Показа­но участие CD36 в поглощении небольшого количества ДЖК, особенно в начале абсорбции, до массивного их притока [39]. CD36, как и FATP4, также обнаруживается в эндокринных клетках проксимальной части кишечника и играет важную роль в ЖК-индуцированной секреции холецистокинина [43].

Кавеолин-1

Кавеолины (Cav) — небольшие мембранные белки (21-24 кД), связанные с липидными рафтами. Из дан­ного семейства только кавеолины 1-3 экспрессируются кишечником [44]. Кавеолы, колбовидные инвагина­ции плазматической мембраны, выполняют множество функций в физиологии клетки, в том числе служат сиг­нальными платформами для клатрин-независимого ме­ханизма эндоцитоза [45]. Кавеолин-опосредованный эндоцитоз может включать внутриклеточный транспорт ЖК в энтероцитах [46]. Такая возможность поддержива­ется множеством аргументов: кавеолы находятся на ГЦК [47], кавеолы являются детергент-устойчивым доменом ГЦК и способны концентрировать большое количество ЖК, особенно после приема пищи [48], Cav-I играет главную роль в формировании кавеолы [45][49], являет­ся ЖК-связывающим белком [50] и найден в кавеолярных внутриклеточных везикулах (KBB) в цитозоле [51]. Эти находки объясняют, почему Cav-1-нокаутные мыши устойчивы к алиментарному ожирению и демонстрируют гипертриглицеридемию натощак, вместе с аномалиями адипоцитов [52]. Постпрандиальная гипертриглицеридемия у них не связана с мутациями липопротеинлипазы, что доказывает участие Cav-I в кишечной абсорбции. При этом, Cav-1-дефицитные мыши имеют стеаторею на фоне высокожировой диеты [51]. Считается, что ЛСБ участвуют в кавеол-опосредованном эндоцитозе ЖК. В фибробластах Cav-I обнаруживается вместе с CD36 на уровне липидных рафт [53], также CD36 ассоциирован с кавеолами на ГЦК энтероцита [51][54]. Однако трансфек­ция кавеолина может быть эффективна и в отсутствии CD36 (например, в клетках НЕК-293) [55], также CD36 не интегрирован в KBB [51].

Таким образом, присутствие слоя слизи на апикаль­ном полюсе энтероцита вместе с мембранными ЛСБ и существование KBB не вносят большого вклада в белок- опосредованный транспорт ДЖК. Это не относится к CAV-1, но его вовлечение в поглощение ЖК, возможно не благодаря функции ЛСБ, а ввиду ключевой роли в формировании кавеолы. CD36 (ЛСБ, считавшийся ра­нее основным транспортером ДЖК) играет другую роль в метаболизме жиров. И наоборот, пассивная диффу­зия, обладающая высокой емкостью и низкой аффин­ностью, играет ключевую роль в абсорбции ДЖК. При­мечательно, что эффективность пассивной диффузии зависит от клеточной способности поддерживать гра­диент концентрации ДЖК внутри и вне клетки. Боль­шое количество растворимых цитоплазматических ЛСБ и их участие в метаболизме липидов помогают поддер­живать низкие концентрации ДЖК внутри энтероцита. Наряду с пассивной диффузией, существенный вклад в абсорбцию ДЖК вносит кавеолин-опосредованный транспорт. Защищая мембрану от действия детергентов и избытка ЖК, также направляя ЖК на этерификацию, этот механизм позволяет транспортировать большое их количество [47]. Везикуло-опосредованный транспорт не мешает пассивной диффузии ЖК и зависит от их по­ступления с пищей.

Заключение

Учитывая функциональные возможности мембран­ных ЛСБ и физиологические особенности тонкого ки­шечника, вряд ли ЛСБ могут играть ключевую роль в качестве транспортеров ДЖК в процессе абсорбции. Од­нако они могут косвенно способствовать захвату ДЖК, оптимизируя их последующую внутриклеточную утили­зацию. Значительный прогресс достигнут в понимании функций FABP, особенно в формировании ПХТВ, лими­тирующей стадии абсорбции жиров в кишечнике.

До настоящего момента описана лишь связь между поступлением ЖК в кишечник и секрецией гормонов эн- тероэндокринными клетками, регулирующими не только переваривание и всасывание, но и потребление пищи [56]. Недавно обнаружено, что два ЛСБ (FATP4 и CD36) вовлечены в рецепцию ДЖК энтероэндокринными клет­ками. Поэтому рецепция и метаболический ответ на по­ступившие липиды открывают путь для поиска новых

терапевтических подходов для лечения дислипидемии [37][41], инсулинорезистентности и ожирения [2]. Ис­следования показывают не только большое содержание жира в пище, но также эффективность постпрандиального обмена определяют их поступление в кровь. Так как CD36 и другие ЛСБ играют роль в балансе между нако­плением ТГ и их секрецией энтероцитами, они могут яв­ляться терапевтическими мишенями для создания ново­го класса гиполипидемических препаратов.

Список литературы

1. Zheng H., Lorenzen J.K., Astrup A., Larsen L.H., Yde C.C., et al. Metabolic effects of a 24-week energy-restricted intervention combined with low or high dairy intake in overweight women: an NMR-based metabolomics investigation // Nutrients. – 2016. – V. 8. – №. 3. – P. 108. DOI: 10.3390/nu8030108

2. De Wit N.J.W., Boekschoten M.V., Bachmair E.M., Hooiveld G.J., de Groot P.J., et al. Dose-dependent effects of dietary fat on development of obesity in relation to intestinal differential gene expression in C57BL/6J mice // PLoS One. – 2011. – V. 6. – №. 4. – P. e19145. DOI: 10.1371/journal.pone.0019145

3. Nordestgaard B.G., Langsted A., Mora S., Kolovou G., Baum H., Bruckert E. et al. Fasting is not routinely required for determination of a lipid profile: clinical and laboratory implications including flagging at desirable concentration cut-points—a joint consensus statement from the European Atherosclerosis Society and European Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine // Eur Heart J.– 2016. – V. 37. – №. 25. – P. 1944-1958. doi: 10.1093/eurheartj/ehw152

4. Boden G., Chen X., Ruiz J., White J.V., Rossetti L. Mechanisms of fatty acid-induced inhibition of glucose uptake // J Clin Invest.– 1994. – V. 93. – №. 6. – P. 2438-2446. DOI: 10.1172/JCI117252

5. Ramasamy I. Update on the molecular biology of dyslipidemias // Clin Chim Acta.– 2016. – V. 454. – P. 143-185. DOI: 10.1016/j.cca.2015.10.033

6. Taskinen M.R., Borén J. New insights into the pathophysiology of dyslipidemia in type 2 diabetes // Atherosclerosis.– 2015. – V. 239. – №. 2. – P. 483-495. DOI: 10.1016/j.atherosclerosis.2015.01.039

7. Mozaff arian D. Dietary and policy priorities for cardiovascular disease, diabetes, and obesity: a comprehensive review // Circulation.– 2016. – V. 133. – №. 2. – P. 187-225. DOI: 10.1161/CIRCULATIONAHA.115.018585

8. Gajda A.M., Storch J. Enterocyte fatty acid-binding proteins (FABPs): different functions of liver and intestinal FABPs in the intestine // Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids (PLEFA).– 2015. – V. 93. – P. 9-16. DOI: 10.1016/j.plefa.2014.10.001

9. Buttet M., Traynard V., Tran T.T., Besnard P., Poirier H., Niot I. From fatty-acid sensing to chylomicron synthesis: role of intestinal lipid-binding proteins // Biochimie.– 2014. – V. 96. – P. 37-47. DOI: 10.1016/j.biochi.2013.08.011

10. Ge F., Walewski J.L., Torghabeh M.H., Lobdell H.4th, Hu C., Zhou S. et al. Facilitated long chain fatty acid uptake by adipocytes remains upregulated relative to BMI for more than a year after major bariatric surgical weight loss // Obesity. – 2016. – V. 24. – №. 1. – P. 113-122. DOI: 10.1002/oby.21249

11. Yen C.L.E., Nelson D.W., Yen M.I. Intestinal triacylglycerol synthesis in fat absorption and systemic energy metabolism // Journal of lipid research. – 2015. – V. 56. – №. 3. – P. 489-501. DOI: 10.1194/jlr.R052902

12. Esteves A., Knoll-Gellida A., Canclini L., Silvarrey M.C., André M., Babin P.J. Fatty acid binding proteins have the potential to channel dietary fatty acids into enterocyte nuclei // Journal of lipid research. – 2016. – V. 57. – №. 2. – P. 219-232. DOI: 10.1194/jlr.M062232

13. Glatz J.F.C., Luiken J.J.F.P., Bonen A. Membrane fatty acid transporters as regulators of lipid metabolism: implications for metabolic disease // Physiological reviews. – 2010. – V. 90. – №. 1. – P. 367-417. DOI: 10.1152/physrev.00003.2009

14. Abumrad N.A., Davidson N.O. Role of the gut in lipid homeostasis // Physiological reviews. – 2012. – V. 92. – №. 3. – P. 1061-1085. DOI: 10.1152/physrev.00019.2011

15. Doege H., Stahl A. Protein-mediated fatty acid uptake: novel insights from in vivo models // Physiology.– 2006. – V. 21. – №. 4. – P. 259-268. DOI: 10.1152/physiol.00014.2006

16. Johnson A.R., Qin Y., Cozzo A.J., Freemerman A.J., Huang M.J., Zhao L. Metabolic reprogramming through fatty acid transport protein 1 (FATP1) regulates macrophage inflammatory potential and adipose inflammation // Molecular metabolism. – 2016. – V. 5. – №. 7. – P. 506-526. DOI: 10.1016/j.molmet.2016.04.005

17. Grevengoed T.J., Klett E.L., Coleman R.A. Acyl-CoA metabolism and partitioning // Annu Rev Nutr.– 2014. – V. 34. – P. 1-30. DOI: 10.1146/annurev-nutr-071813-105541

18. Milger K., Herrmann T., Becker C., Gotthardt D., Zickwolf J., Ehehalt R. Cellular uptake of fatty acids driven by the ERlocalized acyl-CoA synthetase FATP4 // J Cell Sci. – 2006. – V. 119. – №. 22. – P. 4678-4688. DOI: 10.1242/jcs.03280

19. Gimeno R.E., Hirsch D.J., Punreddy S., Sun Y., Ortegon A.M., et al. Targeted deletion of fatty acid transport protein-4 results in early embryonic lethality // J Biol Chem. – 2003. – V. 278. – №. 49. – P. 49512-49516. DOI: 10.1074/jbc.M309759200

20. Gertow K., Bellanda M., Eriksson P., Boquist S., Hamsten A., et al. Genetic and structural evaluation of fatty acid transport protein-4 in relation to markers of the insulin resistance syndrome // J Clin Endocrinol Metab.– 2004. – V. 89. – №. 1. – P. 392-399. DOI: 10.1210/jc.2003-030682

21. Stahl A., Gimeno R.E., Tartaglia L.A., Lodish H.F. Fatty acid transport proteins: a current view of a growing family // Trends Endocrinol Metab.– 2001. – V. 12. – №. 6. – P. 266-273.

22. Hall A.M., Wiczer B.M., Herrmann T., Stremmel W., Bernlohr D.A. Enzymatic properties of purified murine fatty acid transport protein 4 and analysis of acyl-CoA synthetase activities in tissues from FATP4 null mice // J Biol Chem.– 2005. – V. 280. – №. 12. – P. 11948-11954. DOI: 10.1074/jbc.M412629200

23. Bowman T.A., O’Keeffe K.R., D’Aquila T., Yan Q.W., Griffin J.D., et al. Acyl CoA synthetase 5 (ACSL5) ablation in mice increases energy expenditure and insulin sensitivity and delays fat absorption // Mol Metab. – 2016. – V. 5. – №. 3. – P. 210-220. DOI: 10.1016/j.molmet.2016.01.001

24. Shim J., Moulson C.L., Newberry E.P., Lin M.H., Xie Y., et al. Fatty acid transport protein 4 is dispensable for intestinal lipid absorption in mice // J Lipid Res.– 2009. – V. 50. – №. 3. – P. 491-500. DOI: 10.1194/jlr.M800400-JLR200

25. Meller N., Morgan M.E., Wong W.P., Altemus J.B., Sehayek E. Targeting of Acyl-CoA synthetase 5 decreases jejunal fatty acid activation with no effect on dietary long-chain fatty acid absorption // Lipids Health Dis.– 2013. – V. 12. – №. 1. – P. 88. DOI: 10.1186/1476-511X-12-88

26. Frochot V., Alqub M., Cattin A.L., Carrière V., Houllier A., et al. Th e transcription factor HNF-4α: a key factor of the intestinal uptake of fatty acids in mouse // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol.– 2012. – V. 302. – №. 11. – P. G1253-G1263. DOI: 10.1152/ajpgi.00329.2011

27. Poreba M.A., Dong C.X., Li S.K., Stahl A., Miner J.H., Brubaker P.L. Role of fatty acid transport protein 4 in oleic acid-induced glucagon-like peptide-1 secretion from murine intestinal L cells // Am J Physiol Endocrinol Metab.– 2012. – V. 303. – №. 7. – P. E899-E907. DOI: 10.1152/ajpendo.00116.2012

28. Hermansen K., Bækdal T.A., Düring M., Pietraszek A., Mortensen L.S., et al. Liraglutide suppresses postprandial triglyceride and apolipoprotein B48 elevations after a fat-rich meal in patients with type 2 diabetes: a randomized, double-blind, placebo-controlled, cross-over trial // Diabetes Obes Metab. – 2013. – V. 15. – №. 11. – P. 1040-1048. DOI: 10.1111/dom.12133

29. Oberland S., Ackels T., Gaab S., Pelz T., Spehr J., et al. CD36 is involved in oleic acid detection by the murine olfactory system // Front Cell Neurosci. – 2015. – V. 9. – P. 366. DOI: 10.3389/fncel.2015.00366

30. Martin C., Chevrot M., Poirier H., Passilly-Degrace P., Niot I., Besnard P. CD36 as a lipid sensor // Physiol Behav.– 2011. – V. 105. – №. 1. – P. 36-42. DOI: 10.1016/j.physbeh.2011.02.029

31. Zani I.A., Stephen S.L., Mughal N.A., Russell D., Homer Vanniasinkam S., et al. Scavenger receptor structure and function in health and disease // Cells.– 2015. – V. 4. – №. 2. – P. 178-201. DOI: 10.3390/cells4020178

32. Su X., Abumrad N.A. Cellular fatty acid uptake: a pathway under construction // Trends Endocrinol Metab.– 2009. – V. 20. – №. 2. – P. 72-77. DOI: 10.1016/j.tem.2008.11.001

33. Pepino M.Y., Kuda O., Samovski D., Abumrad N.A. Structurefunction of CD36 and importance of fatty acid signal transduction in fat metabolism // Annu Rev Nutr.– 2014. – V. 34. – P. 281-303. DOI: 10.1146/annurev-nutr-071812-161220

34. Iqbal J., Hussain M.M. Intestinal lipid absorption // Am J Physiol Endocrinol Metab.– 2009. – V. 296. – №. 6. – P. E1183-E1194. DOI: 10.1152/ajpendo.90899.2008

35. Sukhotnik I., Gork A.S., Chen M., Drongowski R.A., Coran A.G., Harmon C.M. Effect of low fat diet on lipid absorption and fatty-acid transport following bowel resection // Pediatr Surg Int.– 2001. – V. 17. – №. 4. – P. 259-264. DOI: 10.1007/s003830100590

36. Nassir F., Wilson B., Han X., Gross R.W., Abumrad N.A. CD36 is important for fatty acid and cholesterol uptake by the proximal but not distal intestine // J Biol Chem. –2007. – V. 282. – №. 27. – P. 19493-19501. DOI: 10.1 074/jbc.M703330200

37. Drover V.A., Ajmal M., Nassir F., Davidson N.O., Nauli A.M., et al. CD36 deficiency impairs intestinal lipid secretion and clearance of chylomicrons from the blood // J Clin Invest.– 2005. – V. 115. – №. 5. – P. 1290-1297. DOI: 10.1172/JCI21514

38. Tran T.T., Poirier H., Clément L., Nassir F., Pelsers M.M., et al. Luminal lipid regulates CD36 levels and downstream signaling to stimulate chylomicron synthesis // J Biol Chem. – 2011. – V. 286. – №. 28. – P. 25201-25210. DOI: 10.1074/jbc.M111.233551

39. Drover V A., Nguyen D.V., Bastie C.C., Darlington Y.F., Abumrad N.A., et al. CD36 mediates both cellular uptake of very long chain fatty acids and their intestinal absorption in mice // J Biol Chem.– 2008. – V. 283. – №. 19. – P. 13108-13115. DOI: 10.1074/jbc.M708086200

40. Nauli A.M., Nassir F., Zheng S., Yang Q., Lo C.M., et al. CD36 is important for chylomicron formation and secretion and may mediate cholesterol uptake in the proximal intestine // Gastroenterology. – 2006. – V. 131. – №. 4. – P. 1197-1207. DOI: 10.1053/j.gastro.2006.08.012

41. Masuda D., Hirano K., Oku H., Sandoval J.C., Kawase R., et al. Chylomicron remnants are increased in the postprandial state in CD36 deficiency // J Lipid Res.– 2009. – V. 50. – №. 5. – P. 999-1011. DOI: 10.1194/jlr.P700032-JLR200

42. Siddiqi S., Saleem U., Abumrad N.A., Davidson N.O., Storch J., et al. A novel multiprotein complex is required to generate the prechylomicron transport vesicle from intestinal ER //J Lipid Res.– 2010. – V. 51. – №. 7. – P. 1918-1928. DOI: 10.1194/jlr.M005611

43. Sundaresan S., Shahid R., Riehl T.E., Chandra R., Nassir F., et al. CD36-dependent signaling mediates fatty acid-induced gut release of secretin and cholecystokinin // FASEB J.– 2013. – V. 27. – №. 3. – P. 1191-1202. DOI: 10.1096/fj.12-217703

44. Fridolfsson H.N., Roth D.M., Insel P.A., Patel H.H. Regulation of intracellular signaling and function by caveolin // FASEB J.– 2014. – V. 28. – №. 9. – P. 3823-3831. DOI: 10.1096/fj.14-252320

45. Johannes L., Parton R.G., Bassereau P., Mayor S. Building endocytic pits without clathrin // Nat Rev Mol Cell Biol.– 2015. – V. 16. – №. 5. – P. 311. DOI: 10.1038/nrm3968

46. Pilch P., Meshulam T., Ding S., Liu L. Caveolae and lipid traffi cking in adipocytes // Clin Lipidol.– 2011. – V. 6. – № 1. – P. 49-58. DOI: 10.2217/clp.10.80

47. Otis J.P., Shen M.C., Quinlivan V., Anderson J.L., Farber S.A. Intestinal epithelial cell caveolin 1 regulates fatty acid and lipoprotein cholesterol plasma levels // Dis Model Mech. – 2017. – V. 10. – №. 3. – P. 283-295. DOI: 10.1242/dmm.027300

48. Pilch P.F., Souto R.P., Liu L., Jedrychowski M.P., Berg E.A., et al. Cellular spelunking: exploring adipocyte caveolae // J Lipid Res.– 2007. – V. 48. – №. 10. – P. 2103-2111. DOI: 10.1194/jlr.R700009-JLR200

49. Matsumura S., Kojidani T., Kamioka Y., Uchida S., Haraguchi T., et al. Interphase adhesion geometry is transmitted to an internal regulator for spindle orientation via caveolin-1 // Nat Commun. – 2016. – V. 7. – P. ncomms11858. DOI: 10.1038/ncomms11858

50. Shvets E., Ludwig A., Nichols B.J. News from the caves: update on the structure and function of caveolae // Curr Opin Cell Biol. – 2014. – V. 29. – P. 99-106. DOI: 10.1016/j.ceb.2014.04.011

51. Siddiqi S., Sheth A., Patel F., Barnes M., Mansbach C.M. 2nd. Intestinal caveolin-1 is important for dietary fatty acid absorption // Biochim Biophys Acta. – 2013. – V. 1831. – № 8. – P. 1311-1321. DOI: 10.1016/j.bbalip.2013.05.001

52. Razani B., Combs T.P., Wang X.B., Frank P.G., Park D.S., et al. Caveolin-1-deficient mice are lean, resistant to diet-induced obesity, and show hypertriglyceridemia with adipocyte abnormalities // J Biol Chem.– 2002. – V. 277. – №. 10. – P. 8635-8647. DOI: 10.1074/jbc.M110970200

53. Ring A., Le Lay S., Pohl J., Verkade P., Stremmel W. Caveolin-1 is required for fatty acid translocase (FAT/CD36) localization and function at the plasma membrane of mouse embryonic fibroblasts // Biochim Biophys Acta. – 2006. – V. 1761. – №. 4. – P. 416-423. DOI: 10.1016/j.bbalip.2006.03.016

54. Ehehalt R., Sparla R., Kulaksiz H., Herrmann T., Füllekrug J., Stremmel W. Uptake of long chain fatty acids is regulated by dynamic interaction of FAT/CD36 with cholesterol/sphingolipid enriched microdomains (lipid raft s) // BMC Cell Biol. – 2008. – V. 9. – №. 1. – P. 45. DOI : 10.1186/1471-2121-9-45

55. Meshulam T., Simard J.R., Wharton J., Hamilton J.A., Pilch P.F. Role of caveolin-1 and cholesterol in transmembrane fatty acid movement // Biochemistry.– 2006. – V. 45. – №. 9. – P. 2882-2893. DOI: 10.1021/bi051999b

56. Кузьменко Н.А., Султанмурадова А.С. Особенности липидного профиля у пациентов с сахарным диабетом 2 типа, осложненным жировым гепатозом // Медицинский вестник Юга России. – 2013. – №. 3. – С. 56-59. DOI:10.21886/2219-8075-2013-3-56-59


Об авторах

А. Х. Каде
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Каде Азамат Халидович, д.м.н., профессор, зав. кафедрой общей и клинической патологической физиологии


Конфликт интересов:

Конфликта интересов нет.



А. И. Трофименко
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Трофименко Артем Иванович, к.м.н., ассистент кафедры общей и клинической патологической физиологии

SPIN-код: 8810-2264


Конфликт интересов: Конфликта интересов нет.


П. П. Поляков
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Поляков Павел Павлович, ассистент кафедры общей и клинической патологической физиологии

 


Конфликт интересов: Конфликта интересов нет.


Л. Р. Гусарук
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Гусарук Любовь Рамазановна, к.б.н., доцент кафедры биологии с курсом медицинской генетики


Конфликт интересов: Конфликта интересов нет.


О. П. Ишевская
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Ишевская Ольга Петровна, аспирант кафедры общей и клинической патологической физиологии


Конфликт интересов: Конфликта интересов нет.


Е. А. Шадже
Кубанский государственный медицинский университет, Краснодар
Россия

Шадже Евгения Азаматовна, к.м.н., ассистент кафедры общей и клинической патологической физиологии


Конфликт интересов: Конфликта интересов нет.


Для цитирования:


Каде А.Х., Трофименко А.И., Поляков П.П., Гусарук Л.Р., Ишевская О.П., Шадже Е.А. Молекулярные механизмы абсорбции длинноцепочечных жирных кислот в кишечнике. Медицинский вестник Юга России. 2018;9(3):29-36. https://doi.org/10.21886/2219-8075-2018-9-3-29-36

For citation:


Kade A.K., Trofimenko A.I., Polyakov P.P., Gusaruk L.R., Ishevskaia O.P., Shadzhe E.A. Molecular mechanisms of long-chain fatty acids absorption. Medical Herald of the South of Russia. 2018;9(3):29-36. (In Russ.) https://doi.org/10.21886/2219-8075-2018-9-3-29-36

Просмотров: 374


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2219-8075 (Print)
ISSN 2618-7876 (Online)