Кишечная микробиота (КМ) — это совокупность микроорганизмов, обитающих в желудочно-кишечном тракте (ЖКТ). В зависимости от происхождения, общности генотипа и выполняемых функций КМ классифицируется на 12 типов, 709 родов и 2172 вида [1]. К основным типам КМ относят Firmicutes, Bacteroidetes, Actinobacteria, Proteobacteria, Fusobacteria и Verrumicrobia. При этом распространенность Firmicutes достигает 60–80%, Bacteroidetes — 20–30%, Actinobacteria — 10%, Proteobacteria, Fusobacteria и Verrumicrobia — менее 1% [2]. Наиболее часто представленными родами бактерий в кишечнике метаболически здорового человека являются Bacteroides, Prevotella, Ruminococcus, Escherichia, Enterococcus, Clostridium, Faecalibacterium, Coprococcus, Roseburia, Bifidobacterium, Lactobacillus и некоторые другие [3]. Несмотря на то, что основная таксономическая единица КМ — вид, в настоящее время имеются трудности в идентификации бактерий на видовом уровне. Дело в том, что в качестве определения таксономического состава КМ как правило используется 16-рРНК секвенирование метагенома человека. Данный метод базируется на сравнении полученных в результате исследования нуклеотидных последовательностей с эталонными базами данных, наиболее распространенными из которых являются SILVA, GreenGenes и RDP. Важно, что таксономическая классификация кишечных бактерий динамически обновляется и дополняется. При этом нередко одни представители КМ мигрируют из одного рода в другой, так как отсутствуют четкие критерии гомологии нуклеотидной последовательности бактерий на уровне вида. Это затрудняет идентификацию бактерий на видовом уровне. Поэтому наиболее часто при оценке функциональных возможностей КМ ориентируются на представленность тех или иных родов бактерий в образцах стула [4][5].

Свои функции КМ осуществляет за счет активных метаболитов, к которым относят серотонин, индол, вторичные жёлчные кислоты (ВЖК), сероводород (H2S) и короткоцепочечные жирные кислоты (КЦЖК) [2]. Важно отметить, что КМ выполняет не только пищеварительную функцию. Она также контролирует процессы дифференцировки, роста и апоптозаколоноцитов, обеспечивает защиту кишечного эпителия от эндотоксинов и патогенных микроорганизмов посредством активации синтеза ряда интерлейкинов (ИЛ), таких как ИЛ-10, ИЛ-8 и ИЛ-22, обеспечивает непроницаемость кишечного барьера для провоспалительных молекул и липополисахаридов (ЛПС) грамотрицательных бактерий, влияет на образование витаминов группы В и витамин К, обеспечивает деконьюгацию жёлчных кислот, регулирует аппетит через систему «кишечник-мозг-периферия». Немаловажными функциями КМ являются активация синтеза инкретиновых гормонов и участие в гомеостазе углеводов и липидов в организме [4].

Инкретиновые гормоны — это гормоны ЖКТ, синтезирующиеся энтероэндокринными клетками (ЭЭК) и стимулирующие выработку инсулина. К классическим представителям инкретиновых гормонов относят глюкозозависимый инсулинотропный полипептид (ГИП), вырабатываемый К-клетками, и глюкагоноподобный пептид-1 (ГПП-1), вырабатываемый L-клетками кишечника [6]. Как ГИП, так и ГПП-1 связываются со своими рецепторами на поверхности β-клеток поджелудочной железы (ПЖЖ) и стимулируют высвобождение инсулина. Оба гормона инактивируются ферментом дипептидилпептидаза-4 (ДПП-4), который образуется в щеточной каемке энтероцитов и эндотелиальных клеток кишечника [7].

Помимо инсулинотропного действия инкретиновые гормоны обладают рядом других эффектов. На уровне ПЖЖ ГИП и ГПП-1 стимулируют пролиферацию и ингибируют апоптоз β-клеток. К отличительным эффектам ГПП-1 относят подавление секреции глюкагона в то время, как ГИП стимулирует высвобождение данного гормона α-клетками ПЖЖ [8]. По отношению к липидному обмену известно, что ГИП в отличие от ГПП-1 способен усиливать кровоток в жировой ткани, подавлять липолиз и стимулировать липогенез [9]. Напротив, действие ГПП-1 ассоциировано со снижением веса через афферентные волокна n.vagus и замедление опорожнения желудка, а также за счет увеличения экспрессии гена анорексигенного проопиомеланокортина и угнетения синтеза грелина и других пептидов ответственных за чувство голода (нейропептида NPY и агаути-пептид) [10][11]. Более того, действие ГПП-1 связано с ингибированием активности ренин-ангиотензин-альдостероновой системы, натрийурезом и вазодилятацией, что определяет кардиопротективные и нефропротективные эффекты данного гормона. Также ГПП-1 и ГИП способны усиливать пролиферацию нейрональной ткани, тем самым осуществляя нейропротекцию и способствуя улучшению памяти. Отличительной особенностью ГИП является участие в процессах формирования костной ткани за счет увеличения активности остеобластов и ингибирования функциональной способности остеокластов [9][12]. Сравнительная характеристика ГПП-1 и ГИП представлена в табл. 1.

Важно, что КМ влияет на синтез как ГПП-1, так и ГИП посредством взаимодействия активных метаболитов, в первую очередь КЦЖК с рецепторами GPR43 (рецептор свободных жирных кислот 3 типа или FFAR3) и GPR41(рецептор свободных жирных кислот 2 типа или FFAR2), расположенными на поверхности ЭЭК кишечника [13].

Впервые в 1960-е гг. ряд исследователей независимо друг от друга предположили возможное влияние ЖКТ на гомеостаз углеводов после получения результатов о том, что пероральная нагрузка глюкозой по сравнению с внутривенной была ассоциирована с большим повышением уровня инсулина. Позже, в 1973 г., Джон Браун выделил биоактивный пептид из дуоденальной слизи свиньи, описал биохимическую структуру и установил его влияние на секрецию инсулина. Важной особенностью являлось то, что данная молекула увеличивала секрецию инсулина только на фоне сопутствующей гипергликемии, в связи с чем этот гормон был назван «ГИП». Затем в середине 1980-х гг. был выделен еще один гормон кишечника, который проявлял глюкагоноподобную реактивность и образовывался из проглюкагона, в связи с чем был назван «глюкагоном кишечника». Однако при детальном изучении химической структуры данного пептида с помощью секвенирования генов было выявлено две молекулы со схожей химической структурой, которым было присвоено название «ГПП-1» и «ГПП-2». Позже было установлено, что именно ГПП-1 обладал инсулинотропным эффектом и способностью подавлять секрецию глюкагона [14]. В 1986 г. Nauck M.A. и соавт. подтвердили ранее опубликованные данные о том, что пероральное и внутривенное введение глюкозы ассоциировано с одинаковой гипергликемиии, однако бóльшей секрецией инсулина при пероральной нагрузке глюкозой. Результатом данной работы было заключение о влиянии инкретиновых гормонов на поспрандиальный уровень гликемии, а «кишечный» механизм, посредством которого активировался синтез инсулина, был назван «инкретиновым эффектом» [15]. В настоящее время четко показано, что инкретиновый эффект описывает процесс стимуляции пероральной глюкозой синтеза ГПП-1 и ГИП, результатом которого является усиление секреторной активности β-клеток ПЖЖ. Важно, что внутривенное введение глюкозы не связано с увеличением плазменной концентрации инкретиновых гормонов и ассоциировано с более низким уровнем инсулина в крови [16].

У здоровых людей до 70% секретируемого поспрандиального инсулина осуществляется за счет инкретинового эффекта, другими словами, за счет действия инкретинов (ГПП-1 и ГИП). Секреция ГПП-1 осуществляется при захвате глюкозы натрий- глюкозным котранспортером 1 типа (НГЛТ-1) и увеличении концентрации ионов натрия в L-клетках, что опосредует деполяризацию клеточной мембраны и приводит к открытию кальциевых каналов и экзоцитозу везикул, содержащих ГПП-1 [17]. Важно, что аминокислоты (триптофан и фенилаланин) и КЦЖК также усиливают синтез ГПП-1. Однако в данном случае синтез гормона сопряжен с другими типами рецепторов на L-клетках: с GPR-142 для аминокислот [18] и с GPR43 и GPR41 для КЦЖК [19]. В настоящее время внутриклеточный путь синтеза и секреции ГПП-1 после связывания аминокислот со своими рецепторами не изучен [18]. При взаимодействии КЦЖК с GPR43 рецептором происходит активация Gq и Gi-пути. При связывании КЦЖК с GPR41 активируется только Gi-путь. После запуска Gi-пути ингибируется аденилатциклаза, что приводит к снижению цАМФ, увеличению ионов Са в клетке и синтезу ГПП-1. Инициирование Gq-пути приводит к активации фосфолипазы С и стимуляции образования трифосфатинозитола, повышающего уровень внутриклеточного Са, что приводит к запуску процесса экзоцитоза везикул, содержащих ГПП-1 [20].

Подобно L-клеткам, K-клетки также в составе клеточной мембраны имеют НГЛТ-1. Совместная абсорбция глюкозы и натрия, сопряженная с работой данных транспортеров, приводит к высвобождению ГИП через механизм, связанный с повышением внутриклеточного Са [21]. Более того, К-клетки на поверхности своей мембраны имеют рецепторы GPR43 и GPR41, активация которых запускает процессы секреции ГИП [22].

Важно, что секреция инкретиновых гормонов зависит от состава потребляемой пищи. Так, в исследовании, проведенном C.Herrmann и соавт., было выявлено, что пероральное введение глюкозы приводило к двухфазному высвобождению ГПП-1. Ранняя фаза секреции гормона начиналась через несколько минут после приема глюкозы и достигала пика через 30 мин., в то время как вторая фаза секреции достигала пика спустя 60 мин. после нагрузки глюкозой. Аналогичным образом отмечалось двухфазное высвобождение ГИП с пиком секреции через 5 и 45 мин. после пероральной нагрузки глюкозой. Параллельно увеличению уровня ГПП-1, и ГИП уже через 15 мин. после нагрузки глюкозой отмечалось увеличение концентрации инсулина в крови, что объяснялось развитием инкретинового эффекта. Также в данном исследовании прием жиров растительного происхождения (67 г кукурузного масла) был ассоциирован с продолжительным (> 120 мин) повышением уровня ГПП-1 в плазме, а прием 100 г галактозы и 25 г аминокислот приводил к увеличению концентрации ГПП-1 через 5 мин. после еды, с двумя пиками через 15 и 30 мин. Уровень ГИП на фоне данных пищевых нагрузок не изучался. Повышение уровня ГПП-1 на фоне приема жиров и аминокислот имело прямую зависимость с концентрацией инсулина в крови. Динамика глюкагона в крови не изучалась [23]. Однако другие исследования подтверждают, что повышение уровня ГПП-1 ассоциировано с прогрессивным снижением уровня глюкагона [24], а увеличение в крови ГИП – с увеличением концентрации глюкагона в крови [25]. Таким образом, в настоящее время определена роль как ГПП-1, так и ГИП в стимуляции секреции инсулина, а также выявлены стимулирующие эффекты ГИП и ингибирующие эффекты ГПП-1 в отношении секреции глюкагона.

Инкретиновый эффект ГПП-1 и ГИП осуществляется при взаимодействии данных гормонов со своими рецепторами, связанными с G-белком и расположенными на β-клетках ПЖЖ. При этом образуется внутриклеточная аденилатциклаза, которая в свою очередь активирует протеинкиназу А и обменный белок EPAK (цАМФ-связывающий протеин), активируемый цАМФ. В дальнейшем протеинкиназа А и EPAK способствуют транспорту ионов Са внутрь клетки посредством блокады калиевых каналов. Более того, EPAK стимулирует высвобождение эндогенного Са из эндоплазматического ретикулума. Повышение уровня Са в β-клетке ПЖЖ усиливает экзоцитоз и деградацию инсулиновых везикул, что приводит к секреции инсулина [9][26].

Также важно отметить роль инкретиновых гормонов в секреции глюкагона. При связывании ГИП со своим рецептором (GIPR) на α-клетках ПЖЖ в условиях гипо- и эугликемии за счет повышения внутриклеточной цАМФ, активации пути цАМФ/протеинкиназы А и повышения внутриклеточного Са, инициируется секреция глюкагона [27]. Напротив, эффекты ГПП-1 ассоциированы со снижением концентрации глюкагона в крови. Heer и соавт. была выдвинута гипотеза о том, что снижение секреции глюкагона ассоциировано с эффектами соматостатина, синтез которого увеличивается при связывании ГПП-1 со своим рецептором (GLP1R) на дельта-клетках ПЖЖ. Действительно инфузии высокоселективного антагониста рецепторов к соматостатину 2 типа полностью предотвращали ГПП-1 индуцированное ингибирование секреции глюкагона, в то время как инфузиимоноклональными антителами к соматостатину приводили к снижению уровня глюкагона в крови [27].

Точный механизм, в результате которого у пациентов с сахарным диабетом 2 типа (СД2) нарушается инкретиновый эффект, неизвестен. Однако можно предположить, что снижение синтеза инсулина у пациентов с хронической гипергликемией обусловлено либо изменением характера синтеза и секреции ГПП-1 и ГИП в ответ на потребляемые углеводы, белки и жиры, либо нарушением рецепторного взаимодействия данных гормонов со своими рецепторами на органах-мишенях, в том числе, наβ-клетках ПЖЖ [16].

В ходе изучения и сравнения уровня инкретиновых гормонов у лиц с СД2 по сравнению со здоровыми добровольцами были получены разрозненные результаты. Так, в ряде исследований было показано, что у лиц с предиабетом и СД2 секреция ГПП-1 снижалась на 20-30% [18][28–30]. При этом уровень ГПП-1 коррелировал с уровнем инсулина в крови [29][30]. Однако в других работах было продемонстрировано, что характер секреции ГПП-1 не различался между здоровыми пациентами и пациентами с СД2 [31][32]. Аналогично, по данным большинства исследований, не отмечалось каких-либо отличий в концентрации уровня ГИП у пациентов с нарушениями углеводного обмена по сравнению со здоровыми добровольцами на фоне пероральной нагрузки глюкозой [31][33][34][35]. С другой стороны, некоторые исследования демонстрировали как повышение [36], так и понижение [37] уровня ГИП у пациентов с предиабетом и СД2 по сравнению с лицами без углеводных нарушений. Возможно, противоречивые результаты касаемо характера изменения инкретиновых гормонов у пациентов с хронической гипергликемией частично могут объясняться разным индексом массы тела (ИМТ), выраженностью декомпенсации углеводного обмена и стажем СД2 пациентов, включенных в исследования.

В связи с наличием разрозненных данных касаемо концентрации инкретиновых гормонов у пациентов с СД2 вероятно нужно ориентироваться не столько на изолированный уровень ГИП и ГПП-1 в крови, сколько на динамику секреции и пики секреции данных гормонов. Так, по данным Tura и соавт., если у метаболически здоровых пациентов отмечалось резкое повышение уровня инкретинов сразу после орального глюкозотолерантного теста (ОГТТ) с пиком концентрации через 30 мин. и длительностью плато до 130 мин., то у пациентов с нарушенной толерантностью к глюкозе выявлялось более плавное повышение инкретинов в крови с пиковой концентрацией через 40 мин. и постепенным снижением уровня гормонов через 60 мин. после нагрузки глюкозой. Среди пациентов с СД2, несмотря на исходную, более высокую концентрацию инкретинов в крови, достоверно значимого повышения уровня инкретинов после ОГТТ не наблюдалось. При этом была выявлена прямая зависимость между уровнями инкретинов и гликемией во всех трех исследовательских группах, что говорит о нарушении инкретинового эффекта среди пациентов с СД2 [30].

Учитывая тот факт, что в литературе имеются данные о том, что характер секреции инкретиновых гормонов у пациентов с СД2 не обличается от здоровых [29][32][35][37][38], существуют 2 основные гипотезы о нарушении рецепторного ответа наинкретины на уровне β-клетки. Первая теория объясняет нарушение инкретинового эффекта у пациентов с СД2 уменьшением β-клеточной массы ПЖЖ, в связи с чем физиологическое повышение инкретиновых гормонов после приема пищи не способно увеличить продукцию инсулина. Другая точка зрения предполагает наличие рецепторных дефектов, а именно специфическое снижение экспрессии рецепторов ГИП/ГПП-1 или компонентов пострецепторной передачи сигнала данных гормонов у пациентов с СД2. Несмотря на существующие концепции, в настоящее время ни одна из них не была научно доказана или опровергнута [16]. Таким образом, несмотря на накопленные данные вопрос о патогенетических механизмах, нарушения инкретинового эффекта у пациентов с углеводными нарушениями в настоящее время остается открытым.

В настоящее время установлено, что КМ за счет своих посредников контролирует синтез ряда гормонов, таких как ГПП-1, ГПП-2, ГИП, пептида тирозин-тирозин (PYY), серотонина, холецистокинина, инсулина и др. [13]. С целью понимания патофизиологии развития углеводных нарушений более важной является оценка влияния КМ на синтез инкретиновых гормонов и инсулина.

Наибольший интерес в отношении синтеза инкретиновых гормонов представляют КЦЖК, так как они являются основными активными метаболитами КМ. КЦЖК образуются в процессе сахаролитической ферментации неперевариваемых углеводов (крахмал, инулин, целлюлоза, пектин, пшеничные и овсяные отруби) до образования пропионата, бутирата и ацетата [38]. Несмотря на то, что в настоящее время имеется ограниченное количество данных о роли конкретных представителей КМ в производстве КЦЖК, известно, что Bacteroidesuniformis, Bacteroidesvulgatus, Prevotellacopri, Roseburiainulinivorans, Eubacteriumhallii, Blautiaobeum, Coprococcuscatus, Akkermansiamuciniphila ассоциированы с продукцией пропионата [38][40]; Eubacteriumrectale, R.inulinivorans, Roseburiaintestinalis, Coprococcuseutactus, C.catus, Faecalibacteriumprausnitzii, Eubacteriumbiforme влияют на образование бутирата [38], а некоторые бактерии из типа Bacteroidetes и Bifidobacterium, принадлежащие к типу Actinobacteria, а также A.muciniphila из типа Verrucomicrobia связаны с образованием ацетата [39]. КЦЖК участвуют в контроле процессов пролиферации, дифференцировки и апоптозаколоноцитов, контролируют проницаемость кишечного барьера, обладают противовоспалительным потенциалом по отношению к эпителиальным клеткам кишечника [39]. Однако немаловажными свойствами КЦЖК являются их способности контролировать кишечный глюконеогенез, метаболизм углеводов и липидов, синтез инкретиновых гормонов и инсулина при связывании со своими рецепторами GPR41 и GPR43, расположенными на поверхности ЭЭК кишечника, печени, белой жировой ткани, скелетных мышц, β-клеток и α-клеток ПЖЖ [2, 39].

Несмотря на то, что все представители КЦЖК могут взаимодействовать с GPR41 и GPR43, наибольшим сродством по отношению к GPR41 обладают пропионат и бутират, к GPR43 — пропионат и ацетат [41]. Важно, что на поверхности L-клеток, вырабатывающих ГПП-1, K-клеток, секретирующих ГИП и -клеток, продуцирующих инсулин, экспрессируются как GPR41, так и GPR43 [42]. Таким образом, логично предположить, что все КЦЖК ассоциированы с синтезом инкретиновых гормонов и инсулина. Однако, по данным исследования Hua и соавт., связывание бутирата и пропионата с GPR41 не оказывало влияния на синтез ГПП-1 [7]. При этом после стимуляции пропионатом более низкая секреция ГПП-1 и РУУ наблюдалась среди мышей с отсутствием GPR43 на поверхности L-клеток [43], в связи с чем можно предположить ведущую роль GPR43 в контроле секреции ГПП-1. В отношении ГИП известно, что у мышей, получающих в качестве источника энергии мальтозу, отмечалось повышение его синтеза посредством связывания КЦЖК с GPR43. При этом увеличения концентрации в крови ГИП после связывания КЦЖК с GPR41 не отмечалось, что подтверждает ранее выдвинутое предположение о ведущей роли GPR43 в синтезе инкретинов [44]. Следовательно, можно сделать вывод о том, что на синтез ГПП-1 и ГИП преимущественно влияют пропионат и ацетат, так как они обладают большим сродством к рецептору GPR43. Однако в настоящее время имеются противоречивые данные о роли пропионата, ацетата и бутирата в синтезе инкретиновых гормонов. Так, в исследовании Psichas A. и соавт., проведенном на мышах, введение пропионата в ободочную кишку было ассоциировано с увеличением уровня ГПП-1 как в яремной, так и в воротной вене [43]. Однако, по данным Christiansen C.B. и соавт., на синтез ГПП-1 преимущественно влияли бутират и ацетат, в то время как пропионат действия на секрецию ГПП-1 не оказывал [45]. Ряд других исследований также подтверждали роль бутирата в синтезе инкретиновых гормонов за счет активации GPR43, что приводило к G-белок ассоциированному каскаду внутриклеточных реакций, направленных на повышение ионов кальция в L-клетках [46-48]. Таким образом, в настоящее время можно предположить, что бутират-зависимая активация GPR43ассоциирована с синтезом инкретиновых гормонов, в то время как эффекты ацетата и пропионатана на синтез ГПП-1 и ГИП еще предстоит выяснить.

Еще одним активным метаболитом КМ является Н2S. Н2S синтезируется как бактериями, которые участвуют в катаболизме цистеина (Fusobacterium, Clostridium, Escherichia, Salmonella, Klebsiella,Streptococcus, Desulfovibrio и Enterobacter), так и сульфатредуцирующими бактериями, такими как Desulfovibrio, Desulfobacter, Desulfobulbus и Desulfotomaculum. При этом доминантным родом является Desulfovibrio, который включает D.piger и D.desulfuricans [49].

H2S — это биоактивный газ, который играет регулирующую роль в моторике ЖКТ, секреции и абсорбции клеток кишечника, пролиферации и дифференцировке колоноцитов [50]. Более того, имеются данные, что Н2S влияя на L-клетки, может потенциировать синтез ГПП-1 [50][51]. В исследовании, проведенном Pichette J. и соавт., было показано, что через 4 недели кормления мышей пребиотиком хондроитинсульфатом на фоне обогащения КМ сульфатредуцирующими бактериями, в особенности D.Piger., отмечалось увеличение концентрации ГПП-1 в крови. Более того, в ходе данного исследования было обнаружено, что H2S-зависимая стимуляция секреции ГПП-1происходила за счет фосфолирирования митоген-активируемой протеинкиназы (путь p38 MAPK) и активации экзоцитоза ГПП-1, депонирующегося в L-клетках [52]. В настоящее время неизвестно, посредством активации каких клеточных рецепторов H2S регулирует процесс секреции инкретиновых гормонов, более того остается не до конца изучен механизм высвобождения ГПП-1 через путь p38 MAPK, однако полученные данные являются триггером изучения роли H2S в инкретиновом эффекте.

Также в процессе жизнедеятельности КМ, при бактериальном распаде триптофана образуется индол. Основными представителями КМ, ассоциированными с синтезом индола, являются Lactobacillus, Bifidobacteriumlongum, Bacteroidesfragilis, Parabacteroidesdistasonis, Clostridiumbartlettii, E. hallii [53]. Индол и его производные (индол-3-пропионат и индол-3-альдегид) участвуют в контроле барьерной функции кишечника, влияют на синтез противовоспалительных цитокинов (ИЛ-22), осуществляя иммунную функцию и защищая кишечный эпителий от патогенных микроорганизмов. Более того, индол является сигнальной молекулой для L-клеток, контролирующих синтез ГПП-1 [53]. Так, по данным Chimerel и соавт., кратковременное повышение концентрации индола в просвете кишечника ассоциировано с ингибированием K + каналов, расположенных на мембране L-клеток, и увеличением длительности потенциала действия, что в свою очередь опосредует усиленный транспорт ионов Ca2+ в клетку и стимулирует секрецию ГПП-1. С другой стороны, длительное воздействие индола на L-клетки замедляет выработку АТФ, блокируя НАДН-дегидрогеназу в митохондриях, что приводит к длительному и выраженному снижению секреции ГПП-1. Вероятнее всего оба этих процесса действуют параллельно друг другу, поддерживая ГПП-1 на определенном уровне [54].

Более того, имеются данные о влиянии ВЖК (дезоксихолевой и литохолевой) на синтез инкретинов. ВЖК образуются в толстом кишечнике за счет деконьюгации первичных жёлчных кислот (ПЖК) родами Clostridium, Bacteroides, Lactobacillus, Bifidobacterium и Enterococcus, относящимися к трем основным типам бактерий (Firmicutes, Bacteroidetes и Actinobacteria) [55]. Образованные ВЖК дают эффект при связывании с рецептором желчных кислот 5 типа (TGR5) и с рецептором фарнезоида X (FXR) [56]. Предположительно, активация TGR5 связана с индукцией цАМФ-зависимого повышения уровня кальция в L-клетках и увеличения секреции ГПП-1 [57][58][59], в то время как активация FXR ассоциирована со снижением уровня ГПП-1вкрови [60]. Так, по данным Trabelsi и соавт., на примере трансгенных мышей VENUS, которые экспрессировали репортерные гены FXR только в клетках, продуцирующих проглюкагон, показали, что активация FXR связана со снижением продукции и секреции ГПП-1 L-клетками за счет нарушения транскрипции гена проглюкагона (предшественник ГПП-1) и ингибирования процессов гликолиза и продукции АТФ в L-клетках кишечника [61]. Таким образом, активность TGR5 и FXR ассоциирована с разными эффектами по отношению к продукции и секреции инкретиновых гормонов. Важно, что наибольшей афинностью к FXR обладает хенодезоксихолевая кислота, которая является неконьюгированной ПЖК, тогда как наибольшим сродством с TGR5 обладают ВЖК (литохолевая и дезоксихолевая) [56], в связи с чем можно предположить, что концентрация ВЖК в толстом кишечнике напрямую связана с секрецией ГПП-1 и гомеостазом глюкозы в организме.

Изменение состава КМ у пациентов с СД2возникает в результате уменьшения альфа-разнообразия и дисбаланса кишечных бактерий на родовом и видовом уровнях, что в свою очередь приводит к уменьшению синтеза КЦЖК, индола, Н2S, ВЖК, участвующих в активации синтеза и секреции инкретиновых гормонов [62].

Важно отметить, что активные метаболиты КМ образуются в кишечнике под действием таких бактерий, как Bifidobacterium, Bacteroides, Faecalibacterium, Akkermansia, Roseburia, Prevotella, Ruminococus, Lactobacillus, Clostridium, Eubacterium, Desulfovibrio, Enterobacter, Coprococcus, Eubacterium, Streptococcus, Fusobacterium [38-40][49][53][55], которые, по данным большинства исследований, снижаются у пациентов с СД2 [44][63][64]. Так, по данным Zhang и соавт., у пациентов с СД2 по сравнению со здоровыми отмечается снижение представленности A.muciniphila, F.prausnitzii, Bacteroides [44]. В исследовании Sedighi и соавт. Bifidobacteria значительно реже встречаются среди пациентов с СД2 по сравнению со здоровыми добровольцами [63]. Gurung и соавт. обобщили данные 42 исследований, оценивающих состав КМ у пациентов с СД2, и выявили, что такие роды бактерий, как Bifidobacterium, Bacteroides, Faecalibacterium, Akkermansia, Roseburia и некоторые штаммы Lactobacillus отрицательно связаны с риском развития СД2, в то время как роды Ruminococcus, Fusobacterium и Blautia положительно ассоциированы с развитием углеводных нарушений [2].

Действительно, такие бактерии, как Bifidobacterium, Bacteroides, Faecalibacterium, Akkermansia, Roseburia и Lactobacillus принимают активное участие в образовании КЦЖК, способствуют деконьюгации жёлчных кислот в толстом кишечнике до образования ВЖК, контролируют процесс образования индола из триптофана, что определяет их возможность косвенно участвовать в синтезе инкретиновых гормонов [53][55]. Более того, перечисленные выше роды бактерий также участвуют в поддержании непроницаемости кишечного барьера для эндотоксинов и ЛПС, синтезируют противовоспалительные цитокины, поддерживают процессы дифференцировки и роста клеток кишечного эпителия, тем самым снижая риск развития системного воспаления, также являющегося триггером развития углеводных нарушений [2][65][66]. Напротив, у пациентов с СД2 на фоне повышения Fusobacterium nucleatum и Ruminococcus gnavus, резко увеличивается продукция провоспалительных цитокинов (ИЛ-1, ИЛ-6 и ФНО-α). Одновременно с гиперпродукцией провоспалительных белков у пациентов с СД2 нарушается проницаемость кишечного барьера. Совокупность этих двух факторов приводит к тому, что ИЛ-1, ИЛ-6, ФНО-α и ЛПС попадают в кровоток, приводя к развитию слабо выраженного системного воспаления [2]. Можно предположить, что провоспалительный потенциал у пациентов с углеводными нарушениями, который возникает при дисбалансе про- и противовоспалительных цитокинов, а также при снижении защитных механизмов КЦЖК по отношению к эпителиальным клеткам кишечника, предопределяет распространение воспалительного процесса не только за пределы кишечника, но и на L-клетки и К-клетки кишечника, приводя к их дисфункции и снижению продукции и синтеза ГПП-1 и ГИП, соответственно.

Важно, что у пациентов с углеводными нарушениями наблюдаются как изменения в составе КМ, так и снижение концентрации инкретиновых гормонов в крови, что в совокупности с другими патогенетическими путями (хроническое воспаление, дисфункция β-клеток ПЖЖ, инсулинорезистентность и др.) определяют риск развития СД2. Сравнение влияния КМ на углеводный обмен метаболически здорового человека и пациента с СД2 представлено на рис. 1.

Приоритетность инкретиновой терапии у пациентов с СД2 объясняется патогенетической обоснованностью: при СД2 отмечается выраженное снижение инкретинового эффекта. По данным большинства опубликованных исследований, применение агонистов рецепторов ГПП-1 (арГПП-1) и ингибиторов ДПП-4 (иДПП-4) у пациентов с СД2 связано не только с нормализацией уровня гликемии, но и с изменением состава КМ (табл.2).

Обращает на себя внимание закономерность повышения Lactobaccilus [67][68][76] и A. Muciniphila [74][75][78][79] как на фоне терапии иДПП-4, так и на фоне терапии арГПП-1.Несомненно, увеличение представленности данных бактерий способствует улучшению метаболических эффектов КМ. Так, действие отдельных штаммов Lactobaccilus сосредоточено на ферментации сложных углеводов до образования КЦЖК и ВЖК, снижении инсулинорезистентности периферических тканей за счет увеличения экспрессии переносчиков глюкозы 4 типа (GLUT-4), снижении активности альфа-гликозидаз [2][66][81]. В свою очередь деятельность A.muciniphila сосредоточена на защите кишечного эпителия за счет продукции муцина и ГПП-2, поддержании непроницаемости кишечного барьера, образовании КЦЖК и окислении жирных кислот [2][65]. Также Lactobaccilus и A.muciniphila косвенно связаны с функциональной активностью L-клеток и К-клеток кишечника и синтезом инкретиновых гормонов за счет эффектов КЦЖК, ВЖК и индола [2][53][55].

Таким образом, терапия иДПП-4 и арГПП-1 возможно ассоциирована с улучшением состава КМ за счет увеличения концентрации бактерий, продуцирующих активные метаболиты, эффекты которых в свою очередь направлены на предотвращение развития системного метаболического воспаления и поддержание синтеза инкретиновых гормонов. Однако стоит отметить, что в настоящее время в литературе имеется ограниченное количество исследований, оценивающих модификацию КМ на фоне терапии препаратами инкретинового ряда. Более того, имеющиеся исследования в большинстве своем проведены на лабораторных животных или характеризуются малой выборкой пациентов, в связи с чем сложно судить о закономерностях в изменении состава КМ на фоне проводимого лечения. Тем не менее полученные данные побуждают к проведению дальнейших исследований, направленных не только на оценку характера изменения КМ на фоне проводимого лечения, но и на изучение эффективности и безопасности ССТ, в том числе, препаратов инкретинового ряда, в зависимости от исходного состава КМ. Данные результаты, возможно, позволят определить индивидуальный подход к пациентам с углеводными нарушениями в зависимости от состава КМ и разработать предсказательную модель эффективности и безопасности основных групп сахароснижающих препаратов (ССП).

Абнормальная КМ и снижение инкретинового эффекта являются звеньями патогенеза СД2. Однако точные механизмы, посредством которых развиваются нарушения выработки ГПП-1, ГИП и инсулина у пациентов с измененной КМ, в настоящее время не до конца известны. Можно предположить, что более детальное изучение патофизиологических аспектов влияния КМ и её активных метаболитов на продукцию инкретиновых гормонов позволит в будущем разработать новые подходы к стартовой терапии СД2 и внедрить новые классы препаратов, действие которых будет ассоциировано с активацией рецепторов, с которыми связываются активные метаболиты КМ на поверхности L-клеток и K-клеток кишечника. Примером таких препаратов могут служить агонисты рецепторов TGR5, так как при активации данных рецепторов ВЖК гипотетически должна увеличиваться секреция ГПП-1. Таким образом, необходимы дальнейшие исследования, посвященные изучению патогенетических путей развития нарушений инкретинового эффекта у пациентов с измененным составом КМ на фоне углеводных нарушений, исследования, направленные на оценку эффективности и безопасности ССТ в зависимости от исходного состава КМ, исследования, характеризующие динамику изменений КМ в зависимости от получаемой ССТ и исследования, направленные на изучение взаимодействий активных метаболитов КМ со своими рецепторами на ЭЭК, что могло бы в будущем позволить разработать новые группы ССП.